武汉大学Biomaterials:级联催化多功能免疫调节剂重塑内质网应激介导的免疫抑制增强抗肿瘤免疫治疗
内质网（ER）应激在肿瘤生物学中扮演着复杂而矛盾的角色。一方面，ER应激可诱导免疫原性细胞死亡（ICD），促进钙网蛋白（CRT）暴露和损伤相关分子模式（DAMPs）释放，激活抗肿瘤免疫；另一方面，肿瘤细胞常利用未折叠蛋白反应（UPR）激活IRE1α/XBP1信号轴，上调胆固醇生物合成并通过肿瘤来源细胞外囊泡（tEVs）外排胆固醇，从而在肿瘤微环境（TME）中营造免疫抑制生态位——胆固醇可诱导CD8⁺ T细胞耗竭，tEVs则携带PD-L1等分子抑制T细胞功能。因此，如何在诱导ER应激介导的ICD的同时，阻断其下游胆固醇代谢重编程和tEVs分泌导致的免疫抑制，是提升癌症免疫治疗疗效的关键挑战。针对上述挑战，武汉大学张先正教授和刘传军教授团队提出了一种基于铜基金属有机框架（MOF-199）的多功能免疫调节剂（CPMR）。该团队将胆固醇氧化酶（ChOx）和Rab27a-shRNA质粒共负载于MOF-199中，并包覆DSPE-PEG-RGD靶向配体。CPMR进入4T1肿瘤细胞后，在酸性及高GSH微环境中解体，MOF中的Cu²⁺通过GPx样活性消耗GSH并转化为Cu⁺，同时释放ChOx催化胆固醇氧化产生H₂O₂，进而通过POD样活性转化为•OH，形成级联催化反应，严重破坏胞内氧化还原和代谢稳态，诱发急性ER应激。更重要的是，Rab27a-shRNA沉默Rab27a表达，有效抑制了tEVs介导的胆固醇外排，导致胞内胆固醇累积成为ChOx的持续底物，形成正向反馈回路，放大氧化应激和ER应激，最终诱导强烈的ICD。与此同时，胞外胆固醇和tEVs水平的降低有效缓解了ER应激介导的免疫抑制，重编程TME，增强抗肿瘤免疫应答。CPMR联合抗PD-1抗体在双侧肿瘤模型和转移模型中显著抑制了肿瘤进展和转移。相关内容以“Multifunctional Immunomodulator with Cascade Catalytic Activities to Reprogram Endoplasmic Reticulum Stress-Mediated Immunosuppression for Enhancing Anti-Tumor Immunotherapy”为题，发表在Biomaterials！图1. CPMR免疫治疗机制示意图：(a) CPMR的构建过程：将胆固醇氧化酶（ChOx）和Rab27a-shRNA质粒共负载于MOF-199，并包覆DSPE-PEG-RGD。(b) CPMR的作用机制：在肿瘤细胞内，CPMR通过GPx样活性消耗GSH，ChOx催化胆固醇氧化产生H₂O₂并进一步转化为•OH，破坏氧化还原稳态；同时沉默Rab27a抑制tEVs介导的胆固醇外排，导致胞内胆固醇累积作为ChOx的底物形成正反馈，诱发强烈ER应激和ICD；胞外胆固醇和tEVs减少则逆转免疫抑制TME。图2. CPMR的制备与表征：(a) MOF、CM、CPM和CPMR的TEM图像，粒径约250-350 nm。(b) MOF的N₂吸附-脱附等温线，BET比表面积722.5 m²/g。(c) 动态光散射水合粒径。(d) XPS全谱及(e)高分辨N 1s谱，证实ChOx和质粒成功负载。(f) XRD图谱。(g) CPMR在不同pH下Cu²⁺的释放曲线。(h) 不同纳米粒子消耗GSH的能力。(i-j) CPMR浓度和时间依赖性GSH消耗。(k) H₂O₂水平变化。(l-m) CPMR浓度和时间依赖性H₂O₂产生。(n) CPMR在不同pH条件下对亚甲基蓝的降解（•OH生成），pH 5.6时降解最显著。图3. CPMR介导的胞内稳态失衡及ER应激：(a-b) 流式细胞术检测FITC标记纳米粒的细胞摄取及平均荧光强度，CPMR摄取最高。(c) ICP-MS检测胞内Cu²⁺含量，CPMR组最高。(d) DCFH-DA染色显示CPMR组ROS水平最高。(e) Western blot检测ER应激通路蛋白：CPMR组IRE1α、p-IRE1α、XBP1s和CHOP表达最高，同时Rab27a表达被显著沉默。(f) NTA检测培养上清中tEVs浓度，CPMR组最低。(g-h) Filipin染色及定量显示CPMR组胞内胆固醇水平较CM组升高（因外排被抑制）。(i-l) CCK-8法检测不同纳米粒对4T1细胞的剂量依赖性细胞毒性，CPMR组在80 μg/mL时细胞活力仅约10%。(m, o) Annexin V/PI染色显示CPMR诱导65.3%细胞凋亡。(n, p) 结晶紫染色及定量显示CPMR组迁移细胞数（96个）显著少于PBS组（363个）。图4. CPMR体外免疫应答：(a-b) 流式检测CRT暴露，CPMR组荧光强度最高。(c) CRT平均荧光强度定量。(d-e) CRT和HMGB1免疫荧光染色及HMGB1荧光定量，CPMR组CRT暴露最强、HMGB1释放最多。(f) 胞外ATP水平，CPMR组较PBS组升高12.9倍。(g-i) DC成熟实验：CPMR预处理4T1细胞后与BMDC共培养，CPMR组DC成熟率达60.7%，为PBS组的3.71倍。(j-l) T细胞活化实验：CPMR组CD8⁺ T细胞比例升至33.1%，CD4⁺ T细胞升至51.9%。(m-o) T细胞耗竭实验：CPMR组CD8⁺ T细胞上PD-1表达显著降低。图5. CPMR体内抗肿瘤疗效：(a) 4T1荷瘤小鼠治疗流程。(b) 肿瘤生长曲线：CPMR组肿瘤体积最小（第23天约315 mm³）。(c) 体重变化（各组稳定）。(d) 生存曲线：CPMR组中位生存期最长。(e) 肿瘤组织H&E、TUNEL和Ki-67染色：CPMR组坏死和凋亡最多，增殖最少。(f) 肿瘤组织CRT和HMGB1免疫荧光：CPMR组最强。(g-h) Filipin染色及定量：CPMR组胆固醇水平较PBS组降低0.4倍。(i) 淋巴结DC成熟：CPMR组成熟率26.7%，为PBS组2倍。(j-k) 肿瘤浸润CD4⁺和CD8⁺ T细胞：CPMR组分别增加4.69和2.92倍。(l-n) 巨噬细胞极化：CPMR组M1/M2比值较PBS组升高3倍。(o) MDSC比例：CPMR组显著降低。(p-q) 脾脏效应记忆T细胞（Tem）：CPMR组Tem比例升至10.7%。(r-t) 肿瘤组织IFN-γ、TNF-α、IL-6水平：CPMR组最高。图6. CPMR联合抗PD-1抗体在双侧肿瘤模型中的全身抗肿瘤效果：(a) 双侧肿瘤模型建立及治疗流程。(b-c) 原发瘤和远端瘤生长曲线：CPMR+αPD-1组抑制最显著。(d-e) H&E、Ki-67和CD8染色：联合治疗组原发和远端瘤中CD8⁺ T细胞浸润最多、增殖最少。(f) 生存曲线：联合治疗组生存期最长。(g) 体重变化稳定。(h) 淋巴结DC成熟：联合组21.4%。(i-k) 原发瘤M1/M2巨噬细胞比值：联合组最高。(l-m) 原发和远端瘤MDSC比例：联合组最低。(n-o) 原发瘤CD8⁺和CD4⁺ T细胞：联合组最高。(p) 远端瘤CD8⁺ T细胞：联合组达10.12%。(q) 脾脏Tem比例：联合组升至51.1%。图7. CPMR联合抗PD-1抗体在转移瘤模型中的疗效：(a) 转移瘤模型建立流程（静脉注射4T1-luc细胞）。(b) 皮下肿瘤生长曲线：联合组抑制最显著。(c) 生物发光成像：联合组发光信号最弱。(d-e) 肺组织H&E染色及转移结节计数：联合组转移结节最少。(f) 肺组织代表性照片。(g-h) 脾脏Tem比例：联合组升至22.2%，为PBS组的2.4倍。本研究成功开发了一种基于MOF-199的多功能免疫调节剂CPMR，通过共负载胆固醇氧化酶和Rab27a-shRNA质粒，实现了对肿瘤细胞内胆固醇代谢和tEVs分泌的双重调控。CPMR利用GPx样、ChOx和POD样级联催化活性，消耗GSH、产生ROS并氧化胆固醇，同时沉默Rab27a阻断tEVs介导的胆固醇外排，形成正反馈回路放大氧化应激和ER应激，诱导强效ICD。更重要的是，胞外胆固醇和tEVs水平的降低有效逆转了ER应激介导的免疫抑制，促进DC成熟、M1巨噬细胞极化和CD8⁺ T细胞浸润，并减少MDSC和T细胞耗竭。CPMR联合抗PD-1抗体在双侧肿瘤和转移模型中展现了优异的全身抗肿瘤效果和免疫记忆建立。该研究为利用和缓解ER Stress的负面效应以增强抗肿瘤免疫治疗提供了创新策略。
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https://doi.org/10.1016/j.biomaterials.2026.124348来源：BioMed科技声明：仅代表作者个人观点，作者水平有限，如有不科学之处，请在下方留言指正！
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